v Introduction :

 

On parle des neurones mais ce que l’on va dire marche aussi pour les muscles, les cellules cardiaques, etc. (toutes les cellules excitables)

 

Le potentiel transmembranaire, V_M, correspond potentiel de l’intérieur de l’axone par rapport au potentiel de l’extérieur.

 

L’injection de courant consiste en une injection de charges (positives) entraîne la dépolarisation de la membrane.

Et la membrane y répond par une dépolarisation avec une inversion de la polarisation (V_M devient positif) et repolarisation : V_M redevient négatif et même plus négatif que potentiel de repos (= hyperpolarisation)

 

L’axone permet le transport du message nerveux par ce courant ionique. Celui–ci est voltage–dépendant (ou potentiel–dépendant) et temps–dépendant.

 

Travaux de Hodgkin et Huxley (1952)

Le courant ionique est voltage–dépendant (ou potentiel–dépendant)

 

Le potentiel d’action commence par un courant entrant transitoire de Na⁺, puis par un courant sortant de Na⁺.

 

Exemple : Le potentiel d’action cardiaque :

 

Travaux de Sakmann et Neher

Ils ont enregistré les activités des canaux eux–mêmes par les techniques de Patch–Clamp (utilisation d’un morceau de membrane et analyse)

 

v Enregistrement en potentiel imposé (ou voltage imposé) :

Ø  Principe de cette méthode :

 

Elle consiste à maintenir le potentiel de membrane à une valeur constante sur des cellules ou des ensembles de cellules (pour le Patch–Clamp, on travaille sur une cellule isolée)

 

On crée une stimulation avec un échelon rectangulaire. Le potentiel maintenu, V_H ou V_HOLDING (to hold=tenir, maintenir), est aussi appelé potentiel de maintient.

 

La cellule répond à la stimulation par une ouverture de canaux créant alors un courant ionique.

 

Ø  Les raisons pour expérimenter en voltage imposé (ou voltage clamp) :

(to clamp=maintenir, fixer)

La stimulation rectangulaire  n’est pas équivalente à un potentiel d’action au niveau de la membrane.

Cependant, l’expérimentateur peut choisir les potentiels que l’on retrouve in vivo (valeurs de dépolarisation, voire d’hyperpolarisation, qui couvrent toute la gamme de potentiel lors d’un vrai potentiel d’action)

 

On peut étudier l’ouverture et la fermeture des canaux voltage–dépendants (= gating des canaux)

 

En maintenant constant le potentiel de membrane, l’expérimentateur fait en sorte que le courant s’écoulant à travers la membrane est linéairement proportionnel à la conductance en cours d’étude.

                                          g_Ion  =  1 / R

 

                                           I_Na  =  g_Na . V_M  =  k . g_Na              (puisque V_M est constant)

 

Pour cela, généralement on bloque les autres canaux.

 

Ø  Comment fixer le potentiel de membrane à une valeur constante connue ?

 

L’expérimentateur va livrer un potentiel de commande V_CMD. Le potentiel de membrane (transmembranaire) V_M est mesuré et électroniquement un courant I est injecté à travers la cellule à travers la cellule.

 

Le potentiel de commande est le reflet de la réponse de la membrane.

 

§  Technique de voltage imposé par 2 électrodes intracellulaire :

 

La 1^ère sert à l’enregistrement du voltage.

La 2^nde sert à l’injection du courant.

 

Le potentiel de membrane V_M est enregistré à l’aide d’un amplificateur A₁ relié à l’électrode E₁ d’enregistrement du voltage (qui est en fait une ddp)

 

Potentiel de membrane mesuré : V_M ou V_P :

 

Par définition :      V_M  =  V_I – V_E

 

Or :     V_I – V_E  =  V_P – V_BAIN           V_P = potentiel à la pointe de la pipette

 

  =  V_P – V_TERRE         

 

  =  V_P – 0  =   V_P

 

Donc :   V_M  =  V_P           Ce potentiel de membrane est comparé au potentiel de commande, V_CMD, dans un amplificateur différentiel à haut gain A₂.

 

Cet amplificateur envoie une sortie de potentiel V₀ proportionnel à la différence entre V_M et V_CMD. Ce potentiel V₀ force, oblige, un courant I à passer à travers l’électrode E₂ de façon à obtenir V_M – V_CMD = 0.

 

I représente le courant total qui traverse la membrane.

 

§  Technique de voltage imposé avec une seule électrode :

 

Il s’agit de la technique de Patch–Clamp. L’électrode simultanément mesure le potentiel de membrane et fait passer un courant.

 

v Enregistrer en Patch–Clamp :

 

Cela permet d’enregistrer le courant s’écoulant soit par tous les canaux ouverts d’une cellule, soit par un canal unique.

 

Travaux de Sakmann et Neher (1976)

 

Ils ont appliqué des doses très faibles d’acétylcholine sur un patch de membrane de muscle squelettique. Ils ont ainsi enregistré un courant s’écoulant à travers un seul récepteur–canal cholinergique, appelé nAChR (nicotinique acétylcholine récepteur)

 

Ø  Intérêts :

 

Pour toutes les configurations sont possibles hormis la configuration de cellules attachées (cell–attached), l’expérimentateur a accès au milieu intracellulaire.

 

Cette technique permet l’enregistrement de courant des cellules trop petites pour être empalée par une électrode.

 

Elle permet les courants unitaires (qui passent par un seul canal)

 

Ø  Configuration d’enregistrement en Patch–Clamp :

§  Amener la pointe de la pipette de verre sur la surface de la membrane cellulaire :

 

On doit préalablement étirer l’électrode en chauffant (avec un étireur) pour obtenir un diamètre de 1 µm.

 

·         Une très grande résistance de seal est nécessaire :

 

La micro–électrode est chauffée pour être polie (et ne pas être roque et agressif) Elle est creuse et remplie d’un liquide physiologique proche soit du milieu extracellulaire soit du milieu intracellulaire.

 

On la rapproche tout doucement de la cellule pour la coller à la membrane et on effectue une pression négative (= aspiration) de sorte que la membrane colle au verre.

 

Il faut une adhésion très forte (= un seal important) d’une résistance de 1 à 10 Giga Ohm.

" L’intérieur de la pipette est isolé de l’intérieur cellulaire par ce seal.

 

-          Cela permet l’isolement électrique du patch (ou morceau) qui se trouve sous la pointe de la pipette (aucun ion ne peut passer)

 

-          Cela augmente le rapport signal/bruit ; il y a toujours un bruit thermique dû aux molécules. Les courants à travers un canal sont de très faible amplitude (de l’ordre d’1 pico Ampère) alors il faut limiter le bruit au maximum.

 

·         Obtention et caractéristiques des différents enregistrements en Patch–Clamp :

¨      Configuration de Whole–cell (ou cellule entière) :

 

On part d’une configuration de cellules attachées (= cell–attached patch)

 

La pipette de patch contient une solution intracellulaire. Une 1^ère aspiration est faite pour créer le seal, et une 2^nde pour casser la membrane juste en dessous de la pipette.

 

" On enregistre le courant passant par tous les canaux d’un type donné (les autres sont bloqués par des produits chimiques)

 

Très rapidement, la solution intracellulaire s’équilibre avec celui de la pipette au niveau des concentrations ioniques. C’est surtout vrai pour les ions inorganiques (c’est pour cela qu’il faut un milieu proche du milieu intracellulaire)

 

On mesure le courant total écoulé, c’est à dire par tous les canaux :

 

                               I  =  N . P_O . i

Avec           N : Le nombre de canaux (identiques) de la membrane cellulaire,

                   P_O : La probabilité que ces canaux soient ouverts,

                               9 Le nombre de canaux (identiques) ouverts

                   i : Amplitude du courant par un canal = courant unitaire.

 

On rappelle que les autres canaux sont bloqués par des produits pharmaceutiques.

 

Limitation de la technique :

Les composants du milieu intracellulaire entrent dans la pipette, dont des 2^nd messagers (AMP_C, GMP_C, phospho–inositides) qui peuvent bloquer les canaux.

 

¨      Configuration de perforated Patch–Clamp (ou patch perforé) :

 

Il s’agit du même principe, mais on va garder le patch de membrane qui se trouve en dessous et on va utiliser des antibiotiques qui vont perforer la membrane (patch)

 

Exemple : nystatine, amphotéricine ou gramicidine (un seul suffit)

 

ê les trous sont différents des canaux (qui sont des protéines)

 

On reste en Whole–cell mais on a évité le défaut du drainage des 2^nd messagers de l’intérieur de la cellule vers la pipette (les trous sont trop petits) et on conserve à l’intégrité de la cellule.

 

¨      Configuration d’excised patch (ou patch excisé) :

 

Elle est utilisée pour la mesure du i, mais aussi pour contrôler l’environnement intracellulaire ou extracellulaire.

 

Elle est aussi appelée configuration cell–free et se présente sous 2 variantes.

 

La configuration outside–out :

 

On l’obtient à partir de la configuration cellules attachées et on arrache un morceau qui se ressoude avec le coté extracellulaire toujours à l’extérieur.

 

Il est toujours logique d’avoir un milieu proche du liquide intracellulaire dans la pipette.

 

Cette configuration est intéressante si l’on souhaite changer rapidement de milieu extracellulaire et étudier l’effet des différentes concentrations d’ions, de composés pharmaceutiques (etc.) sur la partie externe des canaux.

 

La configuration inside–out :

 

On l’obtient à partir de la configuration cellules attachées et on arrache un morceau avec le coté extracellulaire dans la pipette.

 

Le seal formé, on soulève la cellule jusqu’à sortir à l’air libre (on peut même la replonger dans la solution) Le patch est conservé avec un peu de membrane autour de la pipette.

La face interne est à l’extérieur de la pipette.

 

Cette configuration est intéressante si l’on souhaite changer la composition intracellulaire et étudier les ions et les 2^nd messagers du coté intracellulaire.

 

¨      Configuration de cell–attached (ou cellules attachées) :

 

La pipette de patch contient une solution extracellulaire. Il n’y a que le seal de fait.

 

Cette configuration est intéressante étudie l’activité d’un canal unique et garder l’intégrité de la cellule.

 

Problème de cette configuration :

-          La composition du milieu extracellulaire n’est pas contrôlée, mais il s’agit d’un avantage.

-          La valeur du potentiel de membrane n’est pas connu : on n’a pas accès à l’intérieur de la cellule pour la ddp.

Pour cela, il faut 2 électrodes :

-          Une en configuration de Whole–cell,

-          Et l’autre en configuration en cell–attached.

 

v Principe de la technique d’enregistrement en Patch–Clamp :

Ø  Montage (principe) permettant l’enregistrement :

 

On travaille en voltage imposé tandis que le courant i s’écoulant à travers un seul canal (ou le courant I de plusieurs canaux) est mesuré.

 

A1 est l’amplificateur opérationnel relier à une résistance Rf. Il s’agit du montage de convertisseur courant–tension

A1 : l’impédance du courant est infinie.

 

 

L’électrode permet de changer des charges ioniques en charges électriques.

 

Ø  Le courant unitaire i est un échelon rectangulaire de courant :

 

On effectue un enregistrement en outside–out sur un canal voltage–dépendant.

 

On crée une dépolarisation donc un courant entrant.

 

Par convention :    Le courant entrant est vers le bas.

                               Le courant sortant est vers le haut.

 

" Il s’agit du sens réel du courant.

 

La dépolarisation déclenche l’activation du canal Na⁺ : on passe de la conformation fermée de la protéine à l’état ouvert.

                                          C (closed)        "        O (open)

                                          à  – 90 mV                  à  – 40 mV

 

Le courant entrant est provoqué par l’influx de Na⁺. La valeur maximale est atteinte rapidement (presque instantanément) La durée de la transition de l’état fermé à l’état ouvert est de quelques millisecondes.

 

Il s’agit du courant moyenné, c'est–à–dire la moyenne des différentes réponses à une même dépolarisation (il est concevable qu’il n’y ait pas toujours le même nombre d’ions qui passent)

 

L’amplitude réelle de ce courant tourne autour de 2 pico Ampères ( 2 . 10^–2 Ampère)

 

On observe un petit délai entre le début de la stimulation et le début de l’ouverture dû à des changements de conformation de la protéine.

Ces changements conformationnels peuvent être différents avec plusieurs états fermés :

C₁        "        C₂        "        C₃        "        O

 

Le délai dépend du temps passé dans chacun de ces états fermés.

 

La fermeture d’un canal est le résultat de la transition de l’état ouvert vers un état où il ne conduit plus (= état non conduisant)

Il s’agit :          Soit d’un état fermé simple,

                        Soit d’un état inactivé ( I ),

                                   Soit d’un état désensibilisé (cas plus rare)

 

En général, les canaux Na⁺ passent en état inactivé après leur état ouvert : le canal ne répond à rien.

                                   C         D        O         "        I

                                                                                     (passage vers l’état fermé de repos)

Ce passage ne peut se réaliser que s’il y a une repolarisation de la membrane (c’est le cas de la repolarisation)

 

Ø  Détermination de la conductance d’un canal :

§  Histogramme des amplitudes de i et fluctuation de i_CANAL :

 

Pour une stimulation (ou échelon) donnée, i n’est mas constant. En répétant l’expérience, on obtient une distribution des valeurs sous la forme d’une courbe de Gauss.

Elle permet la mise en évidence de fluctuations de i passant par le canal.

 

Les causes de ces fluctuations :

-          Une variation de l’amplitude du bruit dans les conditions d’enregistrement,

-          Une variation du nombre d’ions qui traversent le canal dans une unité de temps DT.

 

Le potentiel d’inversion du courant est le potentiel de membrane pour lequel le courant sortant devient entrant (et vice–versa) Le courant est alors nul.

 

§  Conductance de canal unique :

 

i _MOY

g  = 

                                          V_M – E_REV (reversal)

 

g : Conductance de canal unique,

i _MOY : Amplitude du courant de canal unique,

V_M : potentiel de membrane,

E_REV : potentiel d’inversion.

 

V_M – E_REV                          "  On reconnaît la formule de la driving–force

(ou force d’entraînement des ions) : V_M – E_ION.

 

U  =  R . I      "     R  =  V / I

 

                   g (pour un unique canal) ou g (pour plusieurs canaux)  =  1/R  =  I/U

 

Si on observe plusieurs pics :

-          Soit on a enregistré un courant à travers un seul canal mais il est présent plusieurs conformations d’états ouverts (dits sous–états) de conductance différente.

-          Soit on a enregistré 2 ou plusieurs canaux de même type présents dans le patch membrane.

A : 2 canaux s’ouvrent en même temps. Le niveau 2 est un multiple du niveau 1.

 

Plus on dépolarise, plus l’échelon de courant est petit. Il est dû au changement de la driving–force. Le potentiel de stimulation se rapproche de l’E_ION.

 

" La différence est plus petite,

9  Donc la driving–force est plus petite,

9  Donc moins de passage d’ions,

9  Donc le i est plus petit.

 

Généralement, la réponse des canaux se fait au début de stimulation.

 

Ø  Temps ouvert moyen d’un canal (mean open time) :

 

Ou temps d’ouverture moyen.

 

§  Constante de vitesse de fermeture et d’ouverture :

 

 a                   (en seconde^–1)

                               C         D        O

 b

 

a est la constante de vitesse de fermeture, ou plus exactement le nombre de fermetures de canal par unité de temps passée dans l’état ouvert.

 

§  t_O = temps ouvert et distribution de t_O en fonction de valeurs croissantes de temps ouverts :

 

Une fois activée, le canal reste de l’état ouvert pendant un temps t_O. C’est pendant ce temps là que l’on enregistre le courant unitaire. Ce temps là varie d’un enregistrement à l’autre.

 

t_O = variable aléatoire.

 

On note le nombre de fois que telle valeur de t_O est atteinte en fonction des valeurs de t_O. Et on obtient un histogramme :

 

On observe une distribution décroissante : les temps ouverts cours sont plus fréquents que les temps ouverts longs.

 

Plus le temps d’observation est long, plus la probabilité q’un canal soit ouvert diminue.

 

§  Distribution décrémentielle (décroissante) de t_O est mono–exponentielle :

 

Un canal ouvert à t = 0 a une certaine probabilité de se fermer à t + dt.

Il a la même probabilité de fermeture s’il est ouvert au début de tout intervalle d’observation ultérieure.

 

La probabilité correspond à la fonction exponentielle du temps d’observation.

 

Ainsi lorsque les ouvertures d’une population homogène de canaux sont étudiées, il y a une diminution du nombre d’ouverture est décrite par une fonction mono–exponentielle (avec une seule constante)

On peut vérifier cette fonction avec une courbe semi–log.

 

§  Détermination de t_O (temps d’ouverture moyenne d’un canal)  :

 

t_O est le temps durant lequel un canal a la plus grande probabilité d’être dans l’état ouvert. Il correspond à la somme de toutes valeurs que t_O peut prendre, pondérées par leur valeur de probabilité correspondante.

 

                               y =  y_O . e ^{–t / t}°

 

y est le nombre d’événements observés correspondant à chaque temps t_O.

La pente est 1/t_O  (régression linéaire)

 

 

t_O = 1/e  et fournit une estimation de la constante de vitesse de fermeture a, car à l’état stable :  t_O = 1/a

 

 

Exemple : le nAchR :

À partir de l’histogramme, on peut déterminer t_O sachant que quand              (…)

 

 

 

 

 

 

v Les potentiels d’action :

Ø  Différents types de potentiel d’action (PA) :

 

Le potentiel d'action correspond à une dépolarisation et transitoire de la membrane cellulaire. Les cellules qui produisent des potentiels d'action sont dites excitables.

Exemple :   Les neurones,

                   Les cellules musculaires,

                   Les cellules endocrines, comme les cellules b du pancréas.

 

Les potentiels d'action présentent différentes formes ; le 1^er potentiel d'action enregistré a été celui d’un neurone.

 

-          Dans les soma neuronaux et les axones :

-          Les potentiels d'action sont Na⁺ dépendants, c’est–à–dire qu’ils dépendent d’un courant entrant de Na⁺)

-          Les potentiels d'action ont une grande amplitude et une faible durée.

 

 

-          Dans les autres corps cellulaires neuronaux, les terminaisons axonales et les cellules ventriculaires cardiaques :

-          Les potentiels d'action sont Na⁺–Ca²⁺ dépendants, c’est–à–dire qu’ils dépendent d’un courant entrant de Na⁺ et Ca²⁺)

-          Les potentiels d'action ont une durée plus grande avec une présence souvent d’un plateau à la suite de la dépolarisation rapide (repolarisation plus longue)

 

Le nœud de Rambier de rat : le potentiel d'action est court (terminé au bout d’une milliseconde) avec une phase de montée qui dépend d’une entrée de Na⁺.

 

La cellule de Purkinjé cérébelleuse (dans le cervelet) : le potentiel d'action est plus long avec le plateau.

 

La terminaison axonale : le plateau est moins visible. Il faut une meilleure échelle de temps.

 

La fibre de Purkinjé cardiaque : le plateau est dû à un courant entrant de Ca²⁺. De plus, la repolarisation est rapide à cause d’une sortie de K⁺)

 

Sur certains dendrites de neurones de cellules endocrines, le potentiel d'action est de faible amplitude et de longue durée et Ca²⁺ dépendant.

 

Tous les potentiels d'action sont obtenus par une dépolarisation de la membrane.

 

Ø  Les ions Na⁺ et K⁺ participent au potentiel d'action des fibres nerveuses :

§  Les ions Na⁺ participent à la phase de dépolarisation du potentiel d'action axonal :

 

L’axone géant de Calmar est placé dans un milieu extracellulaire sans Na⁺ (à la place on met du glucose pour respecter l’osmolarité)

" L’amplitude du potentiel et la vitesse de dépolarisation diminuent jusqu’à disparaître

 

On peut ajouter :

-          De la TTX (= Tétrodotexine, une toxine présente dans un poisson dans l’océan pacifique, le tétrodon) qui est un bloqueur des canaux Na⁺.

-          Du TEA (= Tétra_éthylammonium) qui est un bloqueur des canaux K⁺.

 

Quand on ajoute du TTX, il ne se passe rien : il n’y a pas de potentiel d'action.

Quand on ajoute du TEA, il y a un potentiel d'action, mais celui–ci peine à se repolariser (il faut changer d’échelle de temps pour en voir la fin)

 

§  Les ions K⁺ participent à la phase de repolarisation du potentiel d'action axonal :

 

Le TEA prolonge le potentiel d'action et ne modifie pas le potentiel de repos. Il y a un pic initial suivi d’un plateau 100 fois plus important que normal.

 

Ø  Les potentiels d'action Na⁺ dépendants :

 

Il s’agit d’une réponse « tout–ou–rien » qui se propage le long de l’axone en gardant la même amplitude.

 

On crée une impulsion rectangulaire : ce courant stimulant fait entrer des charges positives à l’intérieur de la cellule (ou fait sortir des charges négatives)

 

Une petite amplitude crée une variation de potentiel de membrane qui a une allure d’un réseau de condensateurs C_M en parallèle à des résistances R_M.

"  Il s’agit d’une réponse électrotonique.

 

Cette amplitude n’est pas suffisante pour ouvrir quelques canaux que se soit. La réponse électrotonique correspond aux propriétés passives de la membrane.

 

Avec une plus grande amplitude de stimulation, il y a activation des canaux. Un potentiel d'action se déclenche à partir d’un certain seuil de dépolarisation.

 

S’il on stimule au début de l’axone, on mesure la ddp aux différents nœuds de Rambier situés entre les manchons de myéline (=isolant)

"  On observe que le potentiel d’action reste identique à différents temps.

 

Selon l’axone, le potentiel d'action se propage à une vitesse de 1 (pour un axone non myélinisé) à 100 m.s^–1 (pour un axone myélinisé)

 

Le potentiel d'action n’a pas décru et c’est dû au fait que la dépolarisation de la membrane entraîne le potentiel d'action.

"  Il s’agit d’un phénomène régénératif.

 

v La phase initiale de dépolarisation du potentiel d'action résulte d’une entrée transitoire d’ions Na⁺ via les canaux Na⁺ voltage–dépendants :

Ø  Structure du canal Na⁺ (= canal ionique) :

 

Des travaux ont été faits sur des canaux Na⁺ de cerveau de rat, de muscles squelettiques et cardiaques. Ils ont permis la détermination des structures I^AIRE, II^AIRE, III^AIRE et IV^AIRE.

Il s’agit d’un grand polypeptide, de 1 200 acides aminés, composé de 3 sous–unités.

Les zones transmembranaires sont quasiment constituées d’hélices a.

 

§  La sous–unité a :

 

Elle est essentielle du point de vue fonctionnelle. Elle est composée de 4 domaines internes homologues (I à IV).

 

Ces domaines possèdent chacun 6 segments transmembranaires (S1 à S6) et sont orientés de manière pseudo–symétrique à travers la membrane de manière à former un corps central (= pore)

Chaque domaine possède un unique segment S4 qui comporte des résidus acides aminés chargés (lysine et arginine) situés tous les 3 acides aminés apolaires.

La structure du segment S4 est particulièrement bien conservée dans les différents types de canaux Na⁺ étudiés.

 

Proposition : Les charges positives du segment S4 joueraient le rôle de détecteur du potentiel transmembranaire. On parle de voltage–sensor.

 

§  Les sous–unités b1 et b2 :

 

Chacun possède 200 résidus acides aminés avec un résidu N_terminal dans le milieu extracellulaire et un segment transmembranaire.

 

b2 est attaché de façon covalente à la sous–unité par un pont disulfure.

b1 n’est pas associée de façon covalente ; elle est attachée par des liaisons faibles.

 

La sous–unité a a la fonction du transfert des charges. On ne connaît pas trop la fonction des autres sous–unités.

 

Ø  Passage du canal Na⁺ en état ouvert et son inactivation :

 

La fonction du canal est de transduire une dépolarisation de membrane en mouvement d’ion Na⁺ (mouvement de charge)

 

Pour augmenter l’activité des canaux, il faut augmenter la probabilité avoir d’en (soit un fort nombre de canaux par unité de surface)

Comme on va avoir plusieurs canaux, il faut soit les bloquer soit les soumettre à un potentiel de maintient qui l’empêche de s’ouvrir.

 

Lorsque l’on a isolé un canal et que l’on a enregistré sa ddp, il faut l’identifier grâce à :

-          Sa voltage–dépendance,

-          Son potentiel d’inversion,

-          Sa perméabilité ionique (= conductance ionique),

-          Son temps ouvert moyen…

 

§  Canaux Na⁺ voltage–dépendants de fibres de muscle squelettique :

 

Le potentiel de maintient HP est de –70 mV. L’échelon polarisant est de +40 mV.

L’ajout de TEA bloque les canaux potassiques.

Pendant la stimulation (= dépolarisation), il y a une faible probabilité que le canal s’ouvre plus d’une fois.

 

§  Canaux Na⁺ de cerveau de rat (neurones) :

 

Les travaux sont faits sur des cellules de purkinje cérébelleuses.

 

Le potentiel passe de –90 à –40 mV, soit une dépolarisation de 50 mV (soit aussi une baisse d’amplitude de 50mV)

 

L’ouverture des canaux Na⁺ se fait plutôt sur le début de la dépolarisation (comme pour les canaux du muscle squelettique) Mais, ici, on observe des réouvertures des canaux (toujours au début de dépolarisation)

"  On observe des oscillations des états ouvert et fermé :    C   D   O

       Puis il y a un passage en inactivation.

 

" Histogramme des amplitudes : elles se font surtout de 2 pico ampères avec quelques amplitudes à 4 pico ampères (multiples de 2) qui sont dues à l’ouverture simultanée de 2 canaux.

 

§  Le courant unitaire i_NA a une forme rectangulaire ; inactivation :

 

Lorsque que le canal s’ouvre, le courant unitaire tend rapidement au maximum. Il est ensuite stable puis il passe rapidement à 0 (alors que la membrane est encore dépolarisée)

                   "  Forme rectangulaire.

 

Lorsqu’il est ouvert, il passe en état d’inactivation (= état réfractaire à une ouverture)

Pour passer de l’état inactif à l’état fermé , il faut que la membrane se repolarise.

"  Passage à l’état non conduisant de repos

 

§  La quantité d’ion qui entrent à travers un canal :

 

Les chiffres ont été choisis pour simplifier les calculs, mais restent réalistes.

Le courant unitaire i est positifs ; il s’agit d’un courant entrant.

Les ions entrants par un canal ne modifient pas spécialement la composition en concentration.

 

§  Fluctuation entre les états ouvert, fermé et inactivé :

 

Propriétés

   Dépolarisation membranaire    intrinsèques du canal

C                                   O                           I

                                 Plus fréquent                              Rare

 

                                          Repolarisation membranaire

 

                                          Rare (existe surtout dans la théorie)

 

Le canal K⁺ ne passe pas de l’état ouvert vers l’état inactivé aussi facilement. Dans les conditions physiologique, il n’y pas a d’inactivation.

 

§  Le temps pendant lequel le canal Na⁺ reste ouvert varie autour de la valeur moyenne t₀ appelée temps ouvert moyen (ou mean open time) :

 

La durée d’ouverture t₀ est variable.

Pour un potentiel donné, le temps ouvert moyen t_O du canal est obtenu à partir de l’histogramme des fréquences du nombre d’événements. Le canal a une forte probabilité de rester ouvert pendant un temps t_O.

 

Exemples :

Le canal Na⁺ de la fibre de muscle squelettique

       t_O  »  0,7 ms              à une dépolarisation de 40 mV,

avec un potentiel de maintient proche du potentiel de repos.

Le canal Na⁺ de la fibre de cellule de cerveau de rat :

       t_O  »  0,43 ms            à une dépolarisation à –32 mV.

 

Ø  Relation courant – voltage imposé ( i_NA – U ) est linéaire :

 

La conductance g_NA (en Siemens) est appelée conductance unitaire du canal Na⁺ est l’inverse de la résistance.

                        g_NA  =  1 / R

 

On enregistre à différentes amplitudes et on constate que l’amplitude unitaire diminue au fur et à mesure que la membrane est dépolarisée.

 

La pente correspond à g_NA.

Quand le courant est nul (i_NA = 0), le potentiel correspond au potentiel d’inversion.

La relation est linéaire :     i_NA  =  g_NA . (V_M – E_NA)

Exemples :

Le muscle squelettique :

       E_NA  =  +67 mV    ;    E_K  =  –98 mV    ;    E_CA  =  +129 mV    ;    E_CL  =  –90 mV

Le neurone :

       E_NA  =  +58 mV    ;    E_K  =  –84 mV    ;    E_CA  =  +116 mV    ;    E_CL  =  –58 mV

 

Ø  La probabilité pour un canal Na⁺ d’être ouvert augmente (jusqu’à un certain niveau maximal) :

 

On se trouve dans une configuration cell–attached qui correspond à un patch non cassé de pipette. Dans cette pipette, la solution est proche du milieu extracellulaire.

 

Une petite dépolarisation crée une probabilité faible d’ouverture et un petit temps d’ouverture.

 

Une dépolarisation importante crée une grande probabilité d’ouverture avec un temps plus grand. La probabilité augmente au fur et à mesure que l’on augmente la dépolarisation par rapport au potentiel du maintient de dépolarisation.

 

On effectue une moyenne des enregistrements en fonction de l’amplitude de dépolarisation et on définit la probabilité d’ouverture P(t) d’un canal pour chaque valeur de temps.

 

" Cette probabilité est voltage et temps dépendant.

 

Après 4 à 6 ms (éventuellement 8 ms), la probabilité que le canal Na⁺ soit ouvert est redevenue très basse (bien qu’il y ait toujours une dépolarisation) due au fait que le canal s’inactive au bout de 4 à 6 voire 8 ms.

 

Quand on regarde à un temps donné (2 ms), la probabilité augmente avec l’amplitude.

 

 

La probabilité d’ouverture au temps t d’ouverture se calcule :

 

                        P(t) = I_NA / (N . i_NA)

 

-          I_NA : Le courant macroscopique passant par tous les canaux d’un type d’une cellule, soit le courant moyen au temps t pour un voltage donné (fait à partir d’enregistrement de canal unique)

-          i_NA : Le courant unitaire à un voltage donné.

-          N : Le nombre canaux (ou, pour un canal le nombre, d’enregistrement successif)

 

Ø  Le courant Na⁺ macroscopique I_NA présente une voltage–dépendance de l’activation ; Il s’inactive en quelques millisecondes :

§  I_NA est la somme de courants unitaire i_NA :

 

Si on suppose que les canaux Na⁺ d’une cellule sont identiques (du même type) et qu’ils fonctionnent de manière indépendante (" hypothèse vraisemblable), alors la somme de nombreux enregistrements à partir du même canal Na⁺ devrait présenter les mêmes propriétés que le canal Na⁺ macroscopique I_NA mesuré à partir des milliers de canaux Na⁺ répartis à la surface de la cellule (en voltage imposé)

 

Les canaux ne s’ouvrent et ne s’inactivent pas toujours au même moment instant.

Le courant moyenné diminue graduellement (pas rectangulairement)

" Le courant macroscopique moyenné est similaire à I_NA réel.

 

Le décours est lisse. Il existe une constante de temps d’inactivation (déterminée avec un papier semi log) correspondant au nombre de canaux ouverts en fonction du temps.

 

                        I_NA  =  N . P(t) . i_NA

 

P(t) dépend du voltage de membrane, de la vitesse d’ouverture et d’inactivation du canal.

 

§  La relation I_NA – V a une forme en cloche bien que la relation i_NA – V soit linéaire :

 

Le potentiel d’équilibre est différent du potentiel d’inversion sauf s’il n’y a qu’un ion perméant.

 

" Nœud de Rambier d’axone de lapin :

Plus on augmente la dépolarisation, plus le petit courant qui en suit augmente pour ensuite diminuer et finir par être entrant.

 

-          Une dépolarisation de faible amplitude entraîne un courant de faible amplitude (0,2 mA) et un temps long pour arriver au pic (~ 1 ms)

À ces potentiels, la driving force est importante mais les canaux ont une faible probabilité d’ouverture.

" Le courant I_NA est donc petit.

 

De plus, les canaux Na⁺ s’ouvrent avec un certain délai et un petit nombre d’ouverture, puisque la dépolarisation est tout juste liminaire.

-          Quand l’échelon dépolarisant augmente, l’amplitude du courant de Na⁺ augmente jusqu’à 3 mA et le temps au pic diminue (c’est–à–dire que le délai d’ouverture diminue)

Un échelon plus fort fait augmenter la probabilité que les canaux soient ouverts, mais iNA diminue lorsque l’on dépolarise.

"  I_NA est plus grand qu’au départ et le nombre d’inactivations augmente.

 

-          Après le pic de la courbe I_NA en fonction de V, I_NA baisse d’amplitude jusqu’à s’annuler. La probabilité d’ouverture continue à augmenter mais pas suffisamment pour compenser la chute d’amplitude de i_NA.

"  I_NA diminue donc d’amplitude et va s’annuler.

 

Le potentiel d’inversion de I_NA est le même que celui de i_NA parce qu’il dépend essentiellement des concentrations intra– et extra–cellulaire.

Si on continue à augmenter l’échelon de dépolarisation, I_NA devient sortant (c’est possible in vitro mais pas in vivo)

 

§  Les courbes d’activation et d’inactivation : potentiel ou voltage–seuil :

·         L’activation :

 

La voltage–dépendance de l’activation (on peut parler de vitesse d’activation) est la vitesse où le courant macroscopique s’active en réponse à des échelons rectangulaires en potentiel imposé.

 

L’activation n’est pas assimilable à une décroissance simple, mono–exponentielle.

 

Protocole d’obtention :

On garde un potentiel de maintient V_H identique et on change les valeurs V_Test (amplitude de stimulation)

                                          V_Test

 

 

                               V_H

 

La courbe ressemble à une sigmoïde. La forte pente est caractéristique des canaux Na⁺.

On obtient le pourcentage de canaux activés. La courbe représente la probabilité d’activation d’un canal.

 

·         L’inactivation :

 

La temps–dépendance entraîne la décroissance d’amplitude du courant pendant une dépolarisation maintenue.

 

Protocole d’obtention :

Au lieu de changer les valeurs de V_Test, on garde un I_NA au pic (I_NA maximum) et on fait varier le potentiel de maintient avant la stimulation (in vivo, cela correspond à des cellules plus ou moins dépolarisées ou repolarisées)

                                          V_Test

 

 

                               V_H

 

On obtient le pourcentage de canaux activables. La courbe représente la probabilité qu’un canal soit activable.

 

·         Relation entre les 2 courbes :

 

Exemples :

-          À – 80 mV de potentiel de maintient V_H (au repos), il y a 75 % des canaux qui sont activables. Si on dépolarise à – 40 mV (V_Test), il y a 98 %  des canaux activables sont réellement activés.

-          À V_H = – 70 mV, il y a 25 % des canaux qui sont activables.

Si V_Test = – 55 mV, il y a 70 %  des canaux sont activés.

-          À V_H = – 65 mV, il y a, à tout casser 10 % des canaux qui sont activables.

Même si on dépolarise beaucoup (V_Test = – 20 mV), il y a 100 %  des canaux activables qui sont activés, soit 100 % de 10% des canaux totaux.

 

Le pourcentage de canaux réellement activés dépend du potentiel de maintien et plus la cellule est dépolarisée, moins il y aura de canaux activables.

 

§  Sélectivité ionique du canal Na⁺ :

 

Pour comparer la perméabilité du canal Na⁺ à plusieurs cations monovalents, on enregistre des courants avec d’autres cations monovalents dits « test ».

Le Lithium, Li, est aussi perméant que le Na⁺ pour un canal Na⁺ ; par contre K⁺ est peu perméant.

                   P_K / P_NA  =  0,048

 

" Les canaux Na⁺ sont hautement sélectifs pour les ions Na⁺.

 

Il n’y a pas plus de 4 % des ions K⁺ peuvent passer.

 

Si on remplace le Na⁺ par le K⁺, le courant est sortant avec quelques ions entrant (toujours pour un canal Na⁺)

 

·         La tétrodotoxine est un bloquant sélectif du canal Na⁺ ouvert :

 

La tétrodotoxine (TTX), comme la sexitoxine (CCX), se trouve dans le foie et les ovaires du poisson tétrodon.

Elle se lie sur un site qui se trouve localisé près de l’ouverture du canal.

 

" S’il y a une mutation unique (sur un seul acide aminé) au niveau du canal de type II de cerveau de rat, on rend le canal insensible au TTX.

 

On travaille sur des ovocytes de xénope avec un voltage imposé par double micro–électrodes. On observe l’effet de l’injection de différentes concentrations de TTX sur le courant de Na⁺ au pic (en %)

 

Sur un ovocyte de type sauvage :

À une concentration de 10^–7 M, il n’y a quasiment plus de courant : l’inhibition est totale.

Sur un ovocyte de type muté :

       À cette même concentration, le courant reste à 100 %.

 

" Un seul acide aminé peut changer la sensibilité.

 

Le lien entre les segments S5 et S6 est une boucle à proximité étroite de l’embouchure du canal.

 

Ø  Le segment S4, la région située entre les segments S5 et S6, la région entre les domaines III et IV jouent un rôle significatif respectivement dans l’activation, la perméation (= perméabilité unique) et l’inactivation :

 

Pour démontrer le rôle de chacun, on détermine des expériences de mutagènes site–dirigé.

 

§  Les segments courts entre les segments transmembranaires S5 et S6 sont associés à la membrane et contribuent à la formation du pore :

 

Les canaux Na⁺ sont hautement sélectifs au Na⁺. Cette sélectivité résulte des acides aminés chargés négativement localisés dans le pore du canal.

De plus, ces acides aminés doivent être spécifiques des canaux Na⁺ (c’est–à–dire différents des autres canaux cations dépendants) pour expliquer la faible perméabilité des canaux Na⁺ aux autres cations.

 

Les études utilisant la mutagenèse pour étudier le fonctionnement du canal Na⁺ ont montré que la région reliant les segments S5 et S6 constitue la bordure interne du canal.

La substitution d’un seul acide aminé dans ces régions (dans les domaines III et IV) modifie la sélectivité ionique, qui devient perméable au CA²⁺.

 

Ces résidus constituent vraisemblablement une partie du filtre de sélectivité du canal. Ce dernier est constitué de boucles du pore (des séquences polypeptidiques relativement courtes qui s’entendent dans une partie aqueuse : zone extracellulaire)

 

·         Le segment S4 est le détecteur de ddp membranaire, c’est–à–dire le « voltage–sensor » :

 

Le segment S4 est positivement chargé et hydrophobe. De plus, la séquence des acides aminés est assez bien conservée parmi les différents canaux voltage–dépendants.

 

Les expériences ont conduit à suggérer qu’ils possèdent une orientation transmembranaire. Pour tester cette hypothèse, les résidus d’acides aminés chargés positivement sont remplacés par des résidus chargés négativement ou neutres.

Les canaux mutés sont exprimés dans des ovocytes de xénope.

 

Résultat :

-          Quand plus de 3 résidus positifs sont mutés dans le segment S4, aucune expression appréciable du canal muté n’est obtenue (c’est–à–dire que le canal est non fonctionnel)

-          Le remplacement d’un seul résidu Arginine ou Lysine par un résidu Glutamine dans le domaine I déplace très clairement la courbe de potentiel vers des valeurs plus positive.

 

De –80 à 0 mV, il y a un déplacement de la courbe vers la droite avec la mutation.

L’hypothèse est admise que les charges positives dans S4 forment des paires d’ions avec des charges négatives dans d’autres régions transmembranaires.

" Cela permet la stabilisation du canal dans la configuration fermée non conduisante (= état de repos)

 

Lors d’un changement du champ électrique transmembranaire, les paires d’ions se rompraient, se détacheraient, tandis que les charges positivent de S4 se déplaceraient formant de nouvelles paires d’ions.

" Cela permet la stabilisation du canal dans la configuration ouverte conduisante.

 

·         La boucle cytoplasmique située entre les domaines III et IV contient la « particule » d’inactivation qui, de façon voltage–dépendant, entre dans la « bouche » du pore du canal Na⁺ et inactive le canal :

 

3 types d’expérience suggère que la boucle cytoplasmique reliant les domaines III et IV (appelée Loop III – IV, ou L_III–IV) est impliquée dans l’inactivation.

 

1^ère expérience :  Application cytoplasmique d’endopeptidase.

2^ème expérience : Injection cytoplasmique d’anticorps dirigés contre une séquence polypeptidique située dans une région entre les domaines III et IV.

3^ème expérience :  Clivage de la région située entre les domaines III et IV.

Résultat :

Les résidus d’acides aminés chargés positivement ne sont pas nécessaires pour l’activation. Dans la boucle L_III–IV, la seule mutation d’une séquence hydrophobe Isoleucine – Phénylalanine – Méthionine (I–F–M) en Glutamine bloque complètement l’inactivation.

 

Le résidu critique du résidu I–F–M semble être la Phénylalanine puisque sa mutation seule en Glutamine ralentie 5000 fois l’inactivation.

Les chercheurs ont proposés que la séquence I–F–M est directement impliquée dans le changement conformationnel conduisant l’inactivation du canal.

" Cette séquence entrerait dans la boucle du pore, le fermant.

 

Pour tester cette hypothèse, on a étudié l’aptitude d’un peptide synthétique contenant le motif I–F–M à restituer l’inactivation intrinsèque des canaux Na⁺ (rendus non fonctionnels par mutation du motif I–F–M)

 

On effectue des enregistrements avec un patch contenant le motif I–F–M. Les canaux qui ce s’activaient plus ou lentement s’activent à nouveau.

 

"  Le motif I–F–M sert de particule d’inactivation.

 

Ø  La conséquence de l’ouverture de N canaux Na⁺ :

§  L’activation rapide des canaux rend soudaine la phase de dépolarisation :

 

Le début de la dépolarisation de la membrane entraîne de certains canaux Na⁺ entraînant ensuite :

-          L’entrée de Na⁺,

-          La dépolarisation (plus importante) de la membrane,

-          L’ouverture de quasiment tous les canaux (on atteint le potentiel au pic),

-          L’inactivation des canaux.

 

§  L’inactivation des canaux Na⁺ entraîne une dépolarisation brève :

 

" La dépolarisation ne présente pas de phase de plateau.

 

Il existe donc un mécanisme de protection qui empêche une dépolarisation persistante du neurone, qui entraînerait entre autre l’activation des canaux Ca²⁺ (toxique)

 

 

v La phase de repolarisation du potentiel d’action Na⁺ – dépendant d’axone résulte en partie de l’activation des canaux Na⁺ et en partie de l’activation des canaux K⁺ :

Ø  Structure du canal K⁺ :

 

Il est constitué d’un seul domaine a et d’un domaine b.

 

La structure est identique (surtout avec la boucle S5 – S6 qui est externe avec des replis membranaires) pour les cellules neuronale, cardiaques.

Le canal entier est un homotétramère : c’est–à–dire il y a 4 fois la sous–unité a (un peu comme le canal Na⁺)

" Cela constitue un filtre de sélectivité.

 

Les canaux K⁺ s’inactivent pratiquement pas et sont classés en 4 groupes :

 

-          Les canaux rectifieurs retardés qui s’activent avec un délai à la suite de la dépolarisation membranaire et qui s’inactivent très très lentement.

 

-          Les canaux de type A à activation et à inactivation rapides.

Exemple : le canal I_TO (transitoire sortant) sur le myocarde (= tissus de Purkinjé)

 

Ø  La dépolarisation favorise l’activation des canaux K⁺ rectifieurs retardés (delayed rectifier) :

§  Ouverture du canal K⁺ unique en réponse d’une dépolarisation ; caractéristique du courant rectifier retardé élémentaire :

 

La fonction du canal rectifier retardé est de transformer le courant avec un délai de la polarisation de la membrane avec une sortie de K⁺.

 

" Rectification entrante par une sortie du courant (pas pour les canaux K⁺ classique)

 

" Rectification sortante par un courant de plus en plus sortant (plus sortant que le prévoirait la loi d’Ohm)

« rectifie »  =  « n’est pas linéaire »

 

On travaille sur les ovocytes de xénope avec l’injection d’ARN_M codant pour un canal précis. On dépolarise à 0 mV et on observe des ouvertures longues intercalée de fermetures courtes.

 

" Le canal rectifieur retardé s’ouvre, se ferme rapidement et se rouvre tout de suite. Il n’y a pas d’inactivation.

Le délai d’ouverture du canal rectifieur retardé est beaucoup plus long que celui du canal Na⁺ pour une même dépolarisation (~ 4 ms)

 

La fréquence de stimulation est de 1 à 2 secondes : il faut laisser à chaque fois la membrane se repolariser.

"  Il s’agit des propriétés de « gating » qui restent les mêmes sur tous les enregistrements.

 

La pente correspond à la conductance unitaire g_K (ici, ~ 9 pS)

Quand I = 0, V = E_Rév (= potentiel d’inversion)

Ce potentiel d’inversion est très proche du potentiel d’équilibre puisque l’on travaille avec un seul ion normalement.

 

Ø  La probabilité d’ouverture du canal K⁺ rectifieur retardé est stable pendant une dépolarisation :

 

Le temps ouvert moyen, t_O, est égal à 4,6 ms.

Le temps fermé moyen est égal à 1,5 ms.

" Le canal est plus souvent ouvert.

La probabilité d’ouverture, P_O, est élevée (= 0,76)

 

Y a–t–il une inactivation ?

Avec une stimulation longue, on ne voit pas d’inactivation significative durant la dépolarisation de l’ordre de quelques seconde.

 

Si on insiste quelques minutes (conditions non physiologiques), le canal présente une inactivation.

 

" Dans la gamme des secondes, l’inactivation peut être omise. Le canal fluctue entre les états ouvert et fermé.

 

La transition C " O (= activation) est déclenchée avec un délai par la dépolarisation. Ce délai est de l’ordre de quelques millisecondes (pour le canal Na⁺, il est inférieur à 1 ms)

 

La transition O " C est fréquente pendant la dépolarisation mais est brève. Elle existe aussi pendant la repolarisation.

 

Ø  Le canal K⁺ a une conductance unitaire g_K constante :

 

On travaille en configuration cellules attachées de cerveaux de rat dans les cellules souches de myoblastes. On effectue des expériences avec différents potentiels de dépolarisation.

" On observe que l’amplitude du courant i_K augmente, ainsi que le nombre d’ouverture de canaux.

                               i_K  =  g_K . (V_M – E_K)

 

E_K : potentiel d’équilibre de l’ion K⁺ = potentiel d’inversion pour le courant de K⁺ pur.

 

Ø  Le courant K⁺ rectifieur retardé macroscopique I_K :

 

I_K  =  N . P_O . i_K

 

N . P_O = le nombre de canaux. Il augmente avec amplitude de dépolarisation jusqu’à une valeur maximale.

 

Quand on hyperpolarise, très peu de canaux sont ouverts.

Quand on dépolarise, on a une relation linéaire.

 

Pour des potentiels de membrane plus dépolarisés que le potentiel seuil, la driving force augmente et P_O tend vers sa valeur maximale.

Quand P_O est au maximum, I_K augmente linéairement avec la dépolarisation qui ne dépend plus que de la driving force.

 

§  Les canaux K⁺ rectifieurs retardés sont sélectifs aux ions K⁺ :

 

On effectue une expérience de substitution d’ion qui montre que I_K dépend de [ K⁺ ]_Ext (ou [ K⁺ ]_Out)

 

De 2,5 mM jusqu’à 100 mM, on obtient une relation linéaire avec une pente de –55 mV pour une variation de 10 fois la concentration extérieure [ K⁺ ]_Out.

 

" Selon l’équation de Nernst, le canal a une plus forte sélectivité pour les ions K⁺.

 

§  Conséquence de l’ouverture retardée des canaux K⁺ pendant un potentiel d’action d’un nerf :

 

Pendant un potentiel d'action, la conséquence de l’ouverture retardée des canaux K⁺ conduit à une sortie de K⁺ et donc une repolarisation de la membrane.

 

À cause de ce délai, les canaux K⁺ rectifieurs retardés s’ouvrent au moment où la membrane est déjà dépolarisée et entraîne l’hyperpolarisation.

 

Explication de l’hyperpolarisation :

Quelques canaux K⁺ sont encore ouverts. Les canaux K⁺ sont voltage–dépendants et se referment lors de la repolarisation.

Il y a un retard des conductances Na⁺ et K⁺ : quand g_NA est nulle, g_K est encore positive (c’est–à–dire que quelques canaux K⁺ sont ouverts)

 

Ø  Conclusion : La conception dynamique de l’interprétation ionique du décours du potentiel d’action de l’axone, comme de toute autre cellule excitable.

 

Pour ne pas avoir de valeurs négatives, on ne prend que les variations de dépolarisation en considérant que V_Repos = 0       (V_Test > V_Repos)

 

 

En même temps :

Le potentiel de membrane influe sur l’ouverture des canaux et l’ouverture des canaux influe sur le flux d’ions et donc sur le potentiel de membrane.

 

Il faut bien prendre en compte les aspects voltage et temps–dépendants.

 

 

                                       Dépolarisation    Pic   Repolarisation

Canaux Na⁺ :         O                          I                        C

 

Canaux K⁺ :                                       O                       C/O    "    C

 

 

 

 

 

v Muscles striés et lisses :

 

Le muscle squelettique est un organe spécialisé dans le développement de forces sous le contrôle du système nerveux somatique.

 

La force s’exerce entre les pièces osseuses sur lesquelles le muscle est inséré. Elle permet le mouvement des membres, d’une partie d’un membre ou d’une activité globale (course, marche) de la plus compliquée (écriture) à la plus simple (maintient d’une stature appelée posture)

 

Cette force est toujours contre la gravité : ces muscles sont dits antigravitationnels ou antigravifique.

Dans l’espace (apesanteur), il n’y pas le même fonctionnement des muscles squelettiques avec un travail plus important des muscles fléchisseurs.

 

Les muscles squelettiques permettent le mouvement (activité motrice cinétique) ou le maintient d’une posture (activité motrice statique)

 

Ils peuvent s’insérer entre un os et un organe mou.

Exemple :   Le muscle extrinsèque au globe oculaire (situé entre la cavité de l’orbite et l’œil) permet le mouvement de l’œil.

 

Le muscle est constitué de cellules, appelées myocytes ou fibres musculaires, capables de se contracter, de produire une force et d’engendrer des mouvements.

Ces cellules sont les unités structurales et fonctionnelles du tissus nerveux.

 

Elles possèdent une activité électrique à l’origine de l’activité mécanique.

 

Le muscle squelettique entraîne une mobilité volontaire.

Le muscle lisse entraîne une mobilité involontaire (= muscles de toutes les viscères sauf le cœur)

 

Le muscle strié, comme le muscle lisse, présente une activité électrique qui entraîne une activité mécanique.

 

v Structure des muscles squelettiques :

 

Le muscle est constitué de faisceaux de fibres musculaires.

Ces cellules musculaires sont des cellules géantes à plusieurs noyaux (10 à 100 µm de diamètre et quelques cm à plusieurs dizaines de cm de longueur) Elles sont constituées de myofibrilles sous divisées en sarcomères.

Il est constitué de protéines contractiles formant des bandes transversales claires et sombres qui donnent cette apparence striée du muscle.

 

Le filament épais a un diamètre de 10 à 18 nm.

Le filament fin a un diamètre de 5 à 8 nm.

 

La bande I est la plus claire.

La bande A est la plus sombre.

La bande Z est la séparation entre 2 sarcomères.

 

v Protéines contractiles et mécanisme moléculaire de la contraction :

Ø  Structure :

§  Fibre muculaire ; Réticulum sarcoplasmique ; Microscopie électronique (structure longitudinale et transversale du sarcomère) :

 

-          Chaque fibre est entourée d’une membrane électriquement excitable, appelée sarcolemme.

-          Le réticulum sarcoplasmique forme des cavités longitudinales disponibles autour des myofibrilles (elles aussi longitudinales)

Ces tubules aboutissent à des citernes terminales.

-          Il existe un autre système de tubules par invaginations du sarcolemme qui forme le système tubulaire transversal qui arrive tout près des citernes du réticulum sarcoplasmique.

 

-          Les bandes claires (I) ne contient que des filaments fins (filaments d’actine) qui sont ancrés dans le disque Z.

-          Les bandes sombres (A) sont déterminées par le début à la fin du filament de myosine (=beaucoup de molécules de myosine)

 

 

Les crossbridges correspondent aux ponts de myosines reliant l’actine.

-          Le filament de myosine est entouré de 6 filaments d’actine.

-          Le filament d’actine est entouré de 3 filaments de myosine.

"  Structure quasi cristalline.

 

La bande H est déterminée de l’extrémité des filaments d’actine à l’extrémité d’autres filaments d’actine.

 

La ligne M contient plusieurs protéines : pas que de la myosine mais aussi :

-          De la créatine kinase (apport d’énergie)

-          Et de la myomésine (protéine M qui permet la liaison entre les molécules de myosine)

 

Ø  Pendant la contraction, ni les filaments épais, ni les filaments fins ne se raccourcissent :

 

La longueur des cellules musculaires diminuent de 20 % lors d’une contraction ; c’est–à–dire que les sarcomères se raccourcissent dans la même proportion.

 

Travaux d’Huxley en 1954 :

Il n’y a pas de raccourcissement des filaments, ils doivent donc glisser les uns par rapport aus autres.

 

Ø  L’actine = composant principal (essentiel) des filaments fins :

 

Le filament fin est une structure stable d’actine, de troponine et de tropomyosine.

 

Les filaments d’actine constituent le centre du filament fin et sont des polymères de molécules globulaires d’actine assemblées en 2 brins torsadés et formant une hélice de 36 nm de tour.

 

La tropomyosine est un dimère sous forme de bâtonnet (PM = 70 000 Da) qui s’étend tout le long de l’actine (sur les bords externes)

 

La troponine est constituée de 3 éléments (=trimères) :

-          La troponine C (TnC),

-          La troponine I (TnI),

-          La troponine T (TnT)

 

Elle est attachée en un site particulier de la tropomyosine.

 

Actine G = monomère d’actine globulaire,

Actine F = enchaînement de l’actine G = filament d’actine.

 

La troponine C contracte des liaisons (fixe) avec les ions Ca²⁺.

La troponine I empêche, à l’état de repos, les liaisons entre l’actine et la myosine.

"  Cet effet inhibiteur est levé quand la TnC est saturée par les ions Ca²⁺ (4 par TnC)

       La troponine T relie la troponine à la tropomyosine (= protéine de structure)

 

Ø  La myosine = composant principal (essentiel) des filaments épais :

 

Le filament épais se compose de plusieurs centaines de molécules de myosine. Caque molécule de myosine est un oligomère composé de 2 paires de chaînes lourdes et de 2 chaînes légères différentes (PM = 16 000 Da et 2 000 Da)

Les chaînes lourdes :

 

-          Les domaines C_terminaux s’enroulent en hélices a et forment alors un bâton a hélicoïdal.

-          Le domaine N_terminal de chaque chaîne forme une tête globuleuse (ou globulaire)

Chaque tête est reliée à 1 paire de chaînes légères

 

-          La molécule de myosine possède 2 zones flexibles (points de souplesse), la rotule et la charnière, qui sont sensibles à la protéolyse.

Cette flexibilité permet aux 2 têtes de la myosine d’entrer en interaction avec le filament d’actine.

 

Les molécules de myosine sont associées de manière « queue–à–queue » pour former un filament de myosine. Au centre, il n’y a de tête ; c’est une « zone nue ».

 

Le filament est bipolaire.

Le disque Z est formé par l’organisation quadratique de filaments d’a–actinine.

 

Ø  Système filamenteux de titine et de nébuline ; les costamères :

 

Il maintient le centrage des filaments épais lors de la contraction.

Un filament de titine (ou connectine) relie le filament épais au disque Z et accompagne le filament épais jusqu’à la ligne M.

       "  Les filaments myosines restent centrés.

 

Expérience :

Si l’on dissout les filaments épais par une solution saline, cela ne change pas la disposition des filaments fins.

"  Il existe un autre élément structural qui maintient l’organisation. C’est la nébuline, un long filament fin inextensible à partir du disque Z.

 

Autre expérience :

Si on détruit les filaments d’actine par de la gélsoline (dépolarisation de l’actine), la nébuline se condense près du disque Z.

"  Elle confère une grande élasticité au muscle.

 

Les costamères :

 

Ils relient les filaments d’actine au niveau du disque Z (intra–cellulaire) à la matrice extra–cellulaire (plus précisément à la fibronectine)

Ils sont constitué de plusieurs protéines : la vinculine, la taline et l’intégrine (transmembranaire)

 

Ø  La myosine peut se fixer à l’actine et possède une activité d’ATPase :

 

La myosine peut se fixer sur l’actine polymérisée. L’activité ATPasique correspond à la source finale de la concentration.

 

Si on incube de la myosine avec de la trypsine, la myosine est coupée en 2 fragments :

-          La méromyosine légère : LMM (light),

-          La méromyosine lourde : HMM (heavy)

 

Ces fragments sont capables de s’associer en filaments.

 

Les segments LMM contiennent donc les sites nécessaires à l’assemblage de la myosine en filaments épais. Mais ceux–ci ne comportent pas les protubérances observées dans les filaments intacts.

Ces protubérances correspondent aux ponts qui réunissent les filaments fins et épais (crossbridges) Ces ponts ne peuvent provenir des fragments HMM.

 

Avec l’assemblage des LMM entre–elles, celles–ci ont perdu la capacité de liaison à l’actine. " Cela concerne la propriété des HMM.

 

La HMM est découpée à la papaïne en sous–fragments S₁ et S₂. Les sous–fragments S1 ont une activité ATPasique. De plus, ils possèdent un site de liaison à l’actine.

 

En l’absence d’ATP, on remet les sous–segments S₁ en présence de filaments d’actine. Les S₁ s’attachent à l’actine en pointe de flèche.

"  Les filaments d’actine possèdent une polarité structurale (la tête de myosine S₁ se fixe dans un sens précis)

 

Ø  L’hydrolyse de l’ATP entraîne un changement de conformation des têtes de myosine :

§  Cycle du mécanisme moléculaire de la contraction :

 

La myosine purifiée est une ATPase (pas que ça mais entre autres) qui hydrolyse 2 molécules d’ATP par minute. L’hydrolyse réelle est beaucoup plus rapide mais ce qui est long est la libération des produits de l’hydrolyse (ADP+Pi)

 

Néanmoins, lorsque la myosine se lie à l’épine dorsale de la molécule d’actine (filament fin), l’hydrolyse de l’ATP s’accélère (environ 200 fois plus)

"  L’actine stimule la libération des produits.

 

Au moment où l’ADP et le Pi sont libérés à partir des têtes de myosine, il se produit une modification de conformation de celles–ci.

Il s’agit d’un changement d’orientation de celles–ci par rapport à l’actine. Cette transformation est la source d’énergie mécanique (ou force contractile)

 

j  Au repos : une molécule d’ATP permet la réunion des 2 têtes de la myosine. L’ensemble forme alors un complexe ATP–myosine (ou M–ATP) qui réalise un angle de 90° par rapport à l’actine, sans contact.

 

k  La concentration intra–cellulaire en Ca²⁺ [Ca²⁺]_Int augmente du fait qu’un potentiel d'action a été généré au niveau de la membrane de surface (= membrane sarcolemmique)

 

Le potentiel d'action parcourt les tubules T (transversales) qui passent à coté des tubules du réticulum sarcoplasmique (remplis de Ca²⁺)  Le Ca²⁺ est libéré par le réticulum sarcoplasmique ([Ca²⁺]_Int passe de 10^–7 à 10^–5 M) et se fixe sur la troponine C.

 

Cela entraîne un déplacement de l’ensemble troponine–tropomyosine libérant les filaments de l’actine. Des ponts actine–myosine sont alors formés.

La fonction enzymatique ATPasique scinde l’ATP en ADP+Pi ; elle a été activée par l’actine.

 

                   ATP^4– + H₂O  "  ADP^3– + HPO₄²⁺ + H⁺

Variation de l’enthalpie libre :      DG° = –8,2 kCal.mol^–1

                                                             = –34,276 kJoules.mol^–1

                   DG  =  DH – T.DS

                           =  SG(produits) – SG(réactifs)

L’hydrolyse de l’ATP nécessite aussi 3 mM d’ions Mg²⁺.

Il y a formation de complexe actine–myosine–ADP–Pi.

 

l  Le Pi se retire. Son départ fait que le complexe change de conformation : les têtes pivotent de 90° à 50° par rapport à l’actine. Le filament d’actine va donc glisser le long de la myosine.

On est passé au complexe actine–myosine–ADP.

 

m  Il y a un autre changement de conformation par le départ de l’ADP : les têtes pivotent de 50° à 45° par rapport à l’actine.

On arrive au complexe actine–myosine.

S’il n’y a pas d’ATP, il y a une stabilisation de ce complexe (= état de rigor = rigidité cadavérique)

 

n  En état physiologique, il y a toujours une présence d’ATP. Ce dernier va se fixer sur la myosine entraînant une dissociation du complexe actine–myosine et un redressement des têtes de myosine (l’angle de 45° revient à 90°)

 

Le cycle est repris s’il y a encore du Ca²⁺ en forte concentration.

Le [Ca²⁺]_Int diminue car il est exsudé, en plus il y a un repompage par le réticulum sarcoplasmique.

 

Le Mg²⁺ est utile aussi à d’autre chose et permet la polymérisation de l’actine femelle pour former un double filament hélicoïdal (il est indispensable dans beaucoup de phénomène)

 

Ø  Les protéines régulatrices et le Ca²⁺ :

§  Pourquoi les muscles ne sont pas en contraction permanente :

 

Il y a tout ce qu’il faut au repos pour être en contraction.

 

Au repos, les ponts actine–myosine ne se forment pas car il y a une inhibition. Les protéines régulatrices de ce phénomène sont la troponine et la tropomyosine.

 

La fixation du Ca²⁺ sur le TnC fait pivoter l’ensemble TnC–tropomyosine et les sites de fixation à l’actine sont découverts entraînant de la myosine.

 

Au repos, les sites sont inaccessibles à cause de l’encombrement sphérique du complexe TnC–tropomyosine.

       La TnT permet la liaison entre la troponine et la tropomyosine.

       La TnI empêche les liaisons actine–myosine si la concentration [Ca²⁺] est faible.

       La TnC présente 4 sites de liaisons au Ca²⁺.

 

Quand ces 4 sites sont remplis, le complexe troponine–tropomyosine s’enfonce plus profondément entre les 2 filaments d’actine, dégageant les sites de liaisons actine–myosine.

 

Ce mouvement stimule l’activité ATPasique de la myosine :

-          Soit par le fait que l’accès des têtes de myosine est facilité,

-          Soit en augmentant la vitesse réactionnelle.

 

-          La troponine empêche l’accès,

-          Le Ca²⁺ est libéré du réticulum sarcoplasmique et se fixe au TnC,

-          Il y a changement de conformation.

 

 

Si le Ca²⁺ pompé par le réticulum sarcoplasmique, il y a retour à la 1^ère conformation.

 

 

 

v Énergie et contraction musculaire :

Ø  La phosphocréatine est un réservoir d’énergie :

 

Dans le muscle squelettique, le passage de l’état de repos à l’état d’activité contractile entraîne une forte augmentation de la vitesse de dégradation de l’ATP.

 

Si une fibre musculaire doit maintenir un état contractile, il faut que les molécules d’ATP soient fournies aussi rapidement qu’elles sont dégradées.

 

La majorité des réactions impliquant l’ATP sont des transferts du groupe phosphoryle.

 

L’énergie libre standard d’hydrolyse des métabolites riches en énergie, DG°, va de –7 à –14 kCal.mol^–1.

L’ATP est une molécule cinétiquement stable et elle tient près à l’emploi de l’énergie ; c’est pourquoi on peut dire qu’elle fait partie des métabolites riches en énergie.

 

Chez les vertébrés, le réservoir énergétique de la contraction musculaire est la phosphocréatine.

Pour les invertébrés, il s’agit de la phosphoarginine.

 

Le transfert d’un groupe phosphoryle vers l’ADP pour former l’ATP est catalysé par la créatinekinase.

La concentration en créatinekinase est d’environ 20 mM soit environ 10 fois la concentration en ATP.

 

Ø  Énergie et contraction musculaire :

§  Production d’énergie pour la contraction :

 

L’énergie fournie pour l’ATP est utilisée :

-          1^{ère ment} pour le mécanisme de la contraction (mouvement et détachement des têtes de myosines),

-          2^{ème ment} pour la pompe à Ca²⁺ de la membrane du réticulum sarcoplasmique qui repompe le Ca²⁺ à l’intérieur du réticulum sarcoplasmique,

-          3^{ème ment} pour la pompe de la membrane du sarcolemme.

-          Respiration cellulaire aérobie :

 

Les processus aérobies sont mis à contribution même quand les réserves d’ATP et de phosphocréatine sont en fonction.

 

Quand les muscles sont au repos ou en contraction lente, la majeure partie de l’ATP est approvisionnée à partir de la respiration cellulaire.

Ce processus utilise l’énergie produite par la dégradation des acides gras.

 

Si les muscles ont une contraction plus longue, le glucose devient alors la principale source d’énergie.

La respiration aérobie se fait dans les mitochondries. On a alors une série de réactions (une cascade) où les liaisons du glucose (= acides gras libres) sont cassées.

"  Il s’agit de la phosphorylation oxydative qui fournit l’énergie.

 

§  Respiration cellulaire anaérobie et production d’acide lactique :

 

Lors de la glycolyse, le glucose est divisé en 2 acides pyruviques avec une libération d’énergie pour la fabrication d’ATP.

"  Il s’agit de la voie qui ne nécessite pas d’O₂.

 

Une contraction rapide et de fréquence élevée du muscle squelettique épuise la réserve d’O₂ assez rapidement.

On se trouve en anaérobiose où le pyruvate est transformé en lactate et produit les crampes.

 

La conversion du pyruvate en L_lactate est catalysée par la lactate_déshydrogénase (ou lactico_déshydrogénase) qui est dépendante du NADH+H⁺.

 

                                            Lactate_déshydrogénase = L_DH

H⁺ + NADH + CH3—C(=O)—COOˉ   Þ   CH3—CH(–OH)—COOˉ + NAD⁺  

                               Cétopyruvate                            L_lactate

 

                   L_DH1 pour les muscles squelettiques,

                   L_DH5 pour les muscles cardiaques.

 

§  Phénomène de fatigue musculaire :

 

Lorsque la production d’ATP ne suffit plus à la demande, il y a fatigue musculaire, et au bout du compte, l’activité musculaire s’arrête.

La fatigue musculaire est l’incapacité physiologique des fibres musculaires, in vivo, de se contracter.

 

§  Production de chaleur :

 

Seule une production de 20 à 25 % de l’énergie libérée par une contraction musculaire est convertie en travail ; le reste est converti en chaleur.

Chez les homéothermes, il faut conserver une température constante.

 

Ø  Métabolisme énergétique du muscle squelettique = respiration/contraction :

 

 

Ø  Résumé des mécanismes producteurs d’ATP dans le muscle squelettique :

 

 

Ø  Quelques caractéristiques du métabolisme du muscle squelettique :

 

 

-          Le muscle squelettique fonctionne dans des conditions aérobies (au repos ou en contraction lente) ou anaérobie (contraction rapide)

 

-          Il contient de la myoglobine comme réservoir d’O₂ (= forme d’hémoglobine) qui est plus affine pour l’O₂ que l’hémoglobine.

 

-          Il renferme 2 types de fibres :

-          Les fibres adaptées aux conditions anaérobies = fibres à contractions rapides,

-          Les fibres adaptées aux conditions aérobies = fibres à contractions lentes,

 

-          L’insuline agit sur le muscle squelettique en augmentant la capture du glucose.

-          Le glucagon a un effet inverse. Les 2 enzymes sont produites dans le pancréas.

Le glucagon ne génère pas de glycogénolyse dans le muscle squelettique tandis que l’adrénaline le fait. Elle est libérée par les glandes endocrine se trouvent au dessus des reins : les glandes surrénales.

 

-          En anaérobiose, le lactate produit par le métabolisme dans le muscle squelettique passe dans le foie et peut être utilisé pour la formation du glucose.

 

-          La phosphocréatine sert de réservoir pour l’effort à court terme (contraction rapide)

 

-          Les acides gras libres du plasma sert de réservoir important pour les efforts prolongés (marathon) ou pour un jeûne prolongé.

 

 

 

v Le couplage excitation – contraction (CEC) :

Ø  Principe :

 

Il correspond au couplage entre l’activité électrique de la fibre musculaire et son activité mécanique (contraction)

L’idée du couplage est venu du fait que le potentiel d'action se propage.

 

 

Ø  Le réticulum sarcoplasmique :

 

Il forme une structure en manchon autour des myofibrilles.

 

De plus, il y a une invagination de membrane plasmique : les tubules transverses qui forment un réseau entourant les myofibrilles.

Ce réseau est différent du réseau interne du réticulum sarcoplasmique ; il n’y a pas de contact entre–eux 2.

 

Les tubules transverses (tubules T) entourent la fibre à chaque jonction A – I et passe entre les sacs latéraux (ou vésicules terminales voisines) du réticulum sarcoplasmique.

 

Le potentiel d'action se propage sur la membrane plasmique et est conduit dans la fibre musculaire par la membrane des tubules T et à la surface de la cellule.

 

Ø  Le couplage excitation – contraction :

 

Lorsque la fibre est au repos, un transport actif au niveau de la membrane du réticulum sarcoplasmique pompe le Ca²⁺ du cytoplasme vers le réticulum sarcoplasmique.

"  Il s’agit de la pompe SERCA (= Sarco(Endo)plasmic Réticulum Calcium ATPase)

 

Ce transport maintient la concentration en Ca²⁺ intra–cellulaire à 0,1 µM. Cette concentration interne est bien en–dessous du seuil de liaison significative du Ca²⁺ sur la TnC.

 

À l’état de repos, une forte quantité de Ca²⁺ est séquestrée, stockée, dans le réticulum sarcoplasmique.

 

Il existe un gradient important de 10⁶ à 10⁸ de l’intérieur du réticulum sarcoplasmique vers le milieu.

"  Il existe un pompage vers l’intérieur du réticulum sarcoplasmique avec la protéine calséquestrine où la liaison du Ca²⁺ est réversible.

 

§  La production d’un potentiel d'action à la jonction neuromusculaire :

 

La jonction neuromusculaire est une synapse spécialisée qui transmet chaque impulsion (chaque potentiel d'action) allant de la fibre nerveuse motrice (= motoneurone) vers la fibre musculaire.

 

Au niveau de cette jonction, la terminaison axonale est enfouie, ramifiés dans les plis de la membrane post–synaptique (= membrane du muscle squelettique)

"  Cela empêche la perte de neurotransmetteurs : l’acétylcholine (ACh)

 

L’action de l’acétylcholine est arrêtée par l’action enzymatique de l’acétylcholinestérase (AChE)

 

Le potentiel d'action part des aires corticales motrices (ou centre médullaire) au niveau de la terminaison nerveuse par des vésicules de neurotransmetteurs.

 

Les canaux Ca²⁺–dépendant permettent à 2 vésicules de venir sur des sites actifs, formant ainsi un pore pour libérer l’acétylcholine.

                   "  Exocytose du neurotransmetteur.

 

Le Ca²⁺ est repompé vers l’extérieur par la Ca_ATPase.

L’acétylcholine est libéré dans l’espace synaptique, où se trouvent la membrane des cellules musculaires squelettique et l’ensemble des récepteurs : nACHR.

 

Quand l’acétylcholine est fixée sur les récepteurs nAChR, il y a un changement de configuration du récepteur qui forme un pore qui laisse passer des ions.

 

" La fixation les molécules d’acétylcholine provoque une dépolarisation qui entraîne l’ouverture de canaux entraînant ainsi l’entrée d’ions.

"  Cela provoque une dépolarisation, dite potentiel de plaque motrice (PPM)

 

Le PPM permet d’ouvrir d’autres sortes de canaux entraînant l’entrée d’ions Na⁺ et K⁺, créant ainsi un potentiel d'action qui se propage le long de la membrane et des tubules T.

 

Le passage du potentiel d'action à proximité des citernes terminales du réticulum sarcoplasmique amène le réticulum sarcoplasmique à libérer son stock de Ca²⁺ dans le milieu intra–cellulaire (c’est–à–dire cytosolique)

Il agit comme un message intra–cellulaire qui met en route l’appareil contractile du sarcolemme.

 

§  Mécanisme par lequel le tubule T communique son signal (potentiel d'action) à la membrane cisternale latérale :

 

La membrane du tubule T contient des protéines de récepteurs de dihydropyridine (DHP_R)

Ces récepteurs agissent comme des détecteurs de la dépolarisation de la membrane du tubule T (= voltage sensor)

 

Juste en face, se trouve la membrane de la citerne latérale du réticulum sarcoplasmique où se trouvent des récepteurs de la ryanodine (Ry_R) ou aussi appelés pieds terminaux du réticulum sarcoplasmique.

 

Les Ry_R sont capables de former des canaux de libération du Ca²⁺ à partir de l’intérieur du réticulum sarcoplasmique. De même que les DHP_R sont aussi des canaux à Ca²⁺.

"  Ces protéines sont face–à–face et ne se touchent qu’en cas particulier.

Elles sont couplées une à une :           un DHP_R pour un Ry_R.

 

Au repos, le DHP_R encombre stériquement la sortie du Ca²⁺ des Ry_R.

Lorsque le Ca²⁺ est libéré vers le cytosol, sa concentration interne peut monter jusqu’à 10 µM (au repos : 0,1 µM)

 

Ø  Couplage excitation – contraction du muscle squelettique :

 

La fonction du canal Ca²⁺ n’intervient pas pour les DHP_R.

 

Au repos :

Sur le tubule T, il y a une boucle de liaison (chaîne protéique) qui entre en relation avec le Ry_R

 

La dépolarisation va modifier la conformation des DHP_R.

" La boucle de liaison tire sur une partie du Ry_R, de façon que le pore de la Ry_R soit libre et qu’il y ait une sortie de Ca²⁺ dans le cytosol.

 

Le Ca²⁺ peut :

-          soit aller se fixer sur une TnC,

-          soit aller se fixer sur d’autres sites du Ry_R provoquant un changement de configuration de Ry_R qui n’auraient pas forcément sentis le potentiel d'action.

 

Ce dernier correspond au couplage entre un potentiel d'action et la sortie du Ca²⁺ du réticulum sarcoplasmique.

"  VDCR = Voltage Dependant Ca²⁺ Release (= la libération de Ca²⁺ voltage–dépendante de la dépolarisation du potentiel d'action qui arrive)

Le phénomène est peu important.

 

Ø  Couplage excitation – contraction du muscle cardiaque :

 

 

Le potentiel d'action arrive au niveau du tubule T et change la configuration du DHP_R de telle sorte qu’il devient un pore faisant pénétrer les ions Ca²⁺ du milieu extra–cellulaire au milieu intra–cellulaire (fonction de canal)

 

Le Ca²⁺ se fixe sur le site de fixation du Ca²⁺ des Ry_R.

"    Il y a une calcification du Ry_R qui va induire la conformation de celui–ci

= CICR = Ca²⁺ Induced Ca²⁺ Release (= libération du Ca²⁺ calcium induit)

 

S’il y a encore des Ry_R non activés, ils le seront avec le Ca²⁺ libéré par le réticulum sarcoplasmique.

"  Sortie du Ca²⁺ qui va se fixer sur la TnC.

 

Ø  Contraction conséquente au potentiel d'action :

 

La contraction qui résulte du CEC est une secousse (ou twitch).

Après un potentiel d'action, la machinerie contractile restera active aussi longtemps que la concentration en Ca²⁺ cytosolique reste élevée.

 

Le potentiel d'action entraîne l’augmentation de la concentration interne qui entraîne à son tour la contraction.

 

La durée de la période d’activité contractile dépend de la vitesse à laquelle le Ca²⁺ libéré dans le cytosol peut revenir dans le réticulum sarcoplasmique.

La pompe SERCA est stimulée par une augmentation de la concentration interne en Ca²⁺.

"  Autorégulation.

 

Pendant la secousse rapide, tout le Ca²⁺ est repompé rapidement et ce, dès leur libération.

"  Contraction de 10 à 20 ms.

Dans les fibres lentes, le pompage est plus lent et la contraction plus lente.

"  Contraction de 40 à 50 ms.

 

Pour le cœur :

La secousse est supérieure à 100 ms.

 

Ø  Couplage excitation – contraction du muscle lisse :

 

Il existe plusieurs possibilités de CEC.

 

Le CEC du muscle squelettique est un VDCR.

Le CEC du muscle cardiaque est un CICR.

 

 

Le CEC du muscle lisse est un IP3–ICR (IP3 Induced Ca²⁺ Release) mais on peut aussi avoir du CICR.

 

Ø  Résumé du couplage excitation – contraction pour le muscle squelettique :

 

 

 

 

v Excitation de la membrane plasmique des fibres musculaires ; Jonction neuromusculaire :

 

Comment les potentiels d'action sont–ils déclenchés ?

Ø  Innervation :

 

Les cellules nerveuses dont les axones innervent les fibres musculaires sont les neurones moteurs (ou motoneurones)

Ce sont des efférences somatiques.

 

Chaque motoneurone innerve plusieurs fibres musculaires via une ramification de l’axone ; mais chaque fibre musculaire est innervée par un seul motoneurone.

 

Une unité motrice correspond à un motoneurone et les fibres musculaires qu’il innerve. L’activité électrique d’un motoneurone contrôle l’activité mécanique des fibres musculaires de l’unité motrice.

 

Ø  La plaque motrice et son fonctionnement :

 

Lorsqu’une ramification d’un motoneurone arrive à proximité d’une fibre musculaire, elle perd sa gaine de myéline et plonge dans les plis et replis de la surface de la fibre musculaire.

 

La région de la fibre musculaire qui se situe juste en dessous est appelée la plaque motrice (ou jonction neuromusculaire)

 

 

L’action de l’acétylcholine sur la membrane post–synaptique dure environ 2 ms. Elle est tout de suite dégradée par l’acétylcholinestérase (AChE)

 

Quand l’acétylcholine se fige sur le pore, celui–ci s’ouvre et laisse entrer les ions.

 

Au repos, le pore est fermé et la conductance du Na⁺ est supérieure à celle du K⁺.

g_Na  >  g_K

 

"      I_Na  >  I_K                    Car :   (V_M – E_Na)  >  (V_M – E_K)

 

E_Na » –80 mV       donc proche de V_M     "        la driving force est faible voire nulle.

 E_K » +45 mV        donc une grande différence avec V_M "        la driving force est importante.

 

       Na⁺         K⁺    

                               Acétylcholine

 

 

 

 

 

                               nAChR                                              Canaux Na⁺                        Canaux K⁺

 

       Courant de plaque motrice

                                                                  Ouverture d’autres canaux

                               Dépolarisation

                                                                                                                 Potentiel d'action

                                                                                                                 qui va se propager

 

la plaque motrice possède de l’acétylcholinestérase qui scinde l’acétylcholine en choline et en acide acétique.

 

Cette réaction permet à la plaque motrice de revenir à son potentiel de repos.

 

La transmission neuromusculaire peut être bloquée par des agents pharmaceutiques :

 

-          Le curare :

Il se lie fortement au site récepteur de l’acétylcholine sans produire les effets de l’acétylcholine          "  Blocage de la fixation de l’acétylcholine.

 

Le nerf moteur fonctionne normalement mais l’acétylcholine libérée n’est pas fixée. Il n’y a donc pas de potentiel d'action entraînant la mort par asphyxie.

Les curarisants sont utilisés en clinique pour obtenir un calme des muscles lors des opérations (atonie de Bremer)

 

-          Les organophosphates (gaz asphyxiant et pesticides) :

Il s’agit de produits empêchant l’activité de l’acétylcholinestérase, donc la dégradation de l’acétylcholine.

 

La dépolarisation est alors maintenue. Il y a donc une inactivation des canaux Na⁺ et K⁺ et donc pas de potentiel d'action tant qu’il n’y a pas de repolarisation.

 

-          La toxine botulinique produite par Clostridium botulinum :

Elle inhibe la libération de l’acétylcholine.

 

On la rencontre dans les boîtes de conserve dont le culot est bombé. Elle est létale chez l’homme avec une concentration inférieure à 10^–4 mg.

 

-          La myosthénie :

Il s’agit de la maladie neuromusculaire qui consiste en une baisse du nombre de récepteurs nAChR. Cela entraîne une diminution de l’amplitude du PPM qui peut ne plus être suffisant pour déclencher un potentiel d'action.